Gen-Editierung gewinnt endlich den Nobelpreis für Chemie! Zwei Wissenschaftlerinnen haben Erfolge erzielt, aber warum nicht Zhang Feng?

Geschrieben von | Fanpu

Am Abend des 7. Oktober (Peking-Zeit) wurde Emmanuelle Charpentier und Jennifer A. Doudna der Nobelpreis für Chemie 2020 für ihre Beiträge zur Genomeditierung verliehen.

Über den Gewinner:

Dr. Emmanuelle Charpentier ist eine französische Mikrobiologin und derzeit Direktorin des Instituts für Infektionsbiologie am Max-Planck-Institut in Deutschland. Sein wichtigster Beitrag zur Entwicklung von CRISPR war die Entdeckung, dass die Aktivität des Cas9-Proteins von tracrRNA abhängt.

Dr. Jennifer A. Doudna ist Professorin für Chemie, Molekularbiologie und Zellbiologie an der Berkeley University, Forscherin am Howard Hughes Medical Institute und Mitglied der National Academy of Sciences. Gemeinsam mit Dr. Emmanuelle Charpentier entdeckte sie die Schneidefunktion von Cas9 und die Positionierungsfunktion von crRNA und fusionierte crRNA und tracrRNA zu einzelsträngiger Leit-RNA (sgRNA).

Experten aus verwandten Bereichen analysierten, dass der chinesische Wissenschaftler Zhang Feng der erste war, der CRISPR-Cas9 zur Genomeditierung in eukaryotischen Zellen einsetzte, er erhielt jedoch nicht den Preis. Dies kann daran liegen, dass Zhang Fengs Arbeit weniger originell ist und sein Beitrag eher dem Beitrag von Cohen und Boyer zur Zellrekombination ähnelt (der Chemiepreis 1980 wurde Berger für künstliche Rekombination verliehen). und der Chemiepreis schenkt experimentellen Ergebnissen in vitro mehr Aufmerksamkeit, und sein Durchbruch spiegelt sich hauptsächlich in Zellen wider.

CRISPR ist in der Biomedizin bereits eine sehr beliebte Technologie zur Genombearbeitung. In den letzten Jahren wurde die rasante Entwicklung dieser Technologie vorangetrieben und in vielen Bereichen wie Biologie, Medizin, Landwirtschaft und Umwelt angewendet. Sie hat zu zahlreichen Wundern in der wissenschaftlichen Forschung geführt, insbesondere bei der Behandlung genetischer Erkrankungen, dem Screening und der Erkennung krankheitsrelevanter Gene, der Tumorbehandlung, der Transformation von Tieren und Pflanzen, der Prävention und Kontrolle pathogener Mikroorganismen und in anderen Bereichen. Es birgt ein enormes Potenzial und wird tiefgreifende Auswirkungen auf die ganze Welt haben.

1. Was ist CRISPR? Der vollständige Name von CRISPR lautet Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats, was ins Chinesische übersetzt „regelmäßig gehäufte kurze palindromische Wiederholungen“ bedeutet. Die wörtliche Bedeutung dieses Wortes lautet: „Darstellung einer sich wiederholenden Abfolge desselben Typs mit offensichtlichen Merkmalen, sauberer Anordnung und konsistenter Ordnung.“ Es fungiert als adaptives Immunsystem von Bakterien. Wenn fremde Virus- oder Plasmid-DNA in die Zelle eindringt, schneiden spezialisierte Cas-Proteine ​​die fremde DNA in kleine Fragmente und fügen sie zur Speicherung in ihre eigenen DNA-Fragmente ein. Bei einer erneuten Virusinvasion sind die Bakterien in der Lage, das Virus anhand der gespeicherten Fragmente zu erkennen und die Virus-DNA abzuschneiden, wodurch sie unwirksam wird[1].

Wissenschaftler haben diese Funktion von CRISPR genutzt, um es in ein revolutionäres neues molekulares Werkzeug zu verwandeln. Aufgrund der Fähigkeit, jede Art von genetischem Material präzise zu lokalisieren und zu zerschneiden, können Wissenschaftler den Lebenscode jedes Organismus auf der Erde (einschließlich des Menschen) leichter knacken.

1. Eine kurze Geschichte von CRISPR

Abbildung 1: Eine kurze Geschichte der CRISPR-Entwicklung

Die Entdeckung und Benennung von CRISPR geht auf das Jahr 1987 zurück, als die Forschungsgruppe Nakata an der Universität Osaka in Japan bei der Analyse von Escherichia coli einige abnorme repetitive Sequenzen in Bakterien entdeckte [2]. Doch damals wusste man noch nicht, was die genaue Funktion dieser sich wiederholenden Sequenzen war, und sie hatten noch nicht einmal einen offiziellen Namen. Erst Ende der 1980er Jahre entdeckte Francisco Mojica von der Universität Alicante in Spanien eine ähnliche repetitive Sequenz in einer Archaeenart [3], die sein großes Interesse weckte. In seinen nachfolgenden Forschungen suchte er weiterhin nach ähnlichen Strukturen in Mikroorganismen und bis zum Jahr 2000 hatte er ähnliche Sequenzen in mehr als 20 verschiedenen mikrobiellen Arten gefunden[4]. Im Jahr 2002 entdeckte Ruud Jansen von der Universität Utrecht in den Niederlanden, dass die Anzahl der Basen in den repetitiven Sequenzen zwischen den Arten stark variierte und dass solche Sequenzen nur bei Prokaryoten existierten. Um die entsprechende Forschung besser zu standardisieren, nannten sie diese sich wiederholende Sequenz gemeinsam „CRISPR“. . Mehrere mit CRISPR in Zusammenhang stehende Gene werden als Cas-Familie (CRISPR-assoziierte Familie) bezeichnet[5].

Biologische Rolle des CRISPR-CAS-Systems Im Jahr 2005 führte die CRISPR-Forschung zu einer wichtigen Entdeckung. Zwei Forschungsgruppen (Mojica und Pourcel) beobachteten, dass die Spacer-Sequenzen zwischen den CRISPR-Repeat-Sequenzen nicht von den Prokaryoten selbst, sondern von Plasmiden oder Viren stammten [6-7]. Mojica stellte daher die Hypothese auf, dass CRISPR ein adaptives Immunsystem ist. Im selben Jahr entdeckte Bolotins Forschungsgruppe Cas9 in Streptococcus thermophilus und sagte voraus, dass dieses große Protein über Nukleaseaktivität verfügt. Sie fanden außerdem heraus, dass zu Viren homologe Spacer-Sequenzen alle einen ähnlichen Schwanz aufweisen, eine sogenannte PAM-Sequenz (Protospacer Adjacent Motif), die für die Zielsequenzerkennung von entscheidender Bedeutung ist.

Inspiriert von dieser Hypothese beschloss der französische Mikrobiologe Rodolphe Barragou, der damals für den berühmten Joghurthersteller Danisco arbeitete, sie zu überprüfen, um das Problem der Phageninfektion und des Absterbens von Streptococcus thermophilus zu lösen, das die Joghurtproduktion beeinträchtigte. Im Jahr 2007 zeigten sie experimentell, dass es sich bei dem CRISPR-System tatsächlich um ein adaptives Immunsystem handelt. Nach dem Eindringen eines Virus integriert Streptococcus thermophilus eine neue Spacer-Sequenz aus dem Phagengenom, die es den Bakterien ermöglicht, einem erneuten Eindringen desselben Virus standzuhalten[8]. Das Cas9-Protein könnte für die Entstehung dieser Immunität notwendig sein. Dies ist das erste Mal, dass experimentell bestätigt wurde, dass es sich bei CRISPR-Cas um ein von Bakterien erworbenes Immunsystem handelt.

Die Bestätigung der biologischen Funktion von CRISPR-CAS hat vielen Forschungsteams die Bedeutung dieses Systems bewusst gemacht. In der Folgezeit haben viele Forschungsteams damit begonnen, die Details des Mechanismus zu ergänzen, durch den das CRISPR-Cas-System in Bakteriophagen eingreift. Im Jahr 2008 entdeckte die Forschungsgruppe von John van der Oost in Escherichia coli, dass die Spacer-Sequenz des Bakteriophagen in kleine RNA transkribiert wurde, die zu CRISPR-RNA (crRNA) wurde und das Cas-Protein zur Ziel-DNA leitete. Im selben Jahr zeigten Marraffini und Sontheimer, dass das Zielmolekül des CRISPR-Cas-Systems DNA und nicht RNA ist. Sie wiesen auch deutlich darauf hin, dass dieses System, wenn es auf nicht-bakterielle Systeme übertragen wird, zu einem leistungsfähigen Werkzeugsystem werden könnte[9-10]. Dies legte den Grundstein für die spätere Genomeditierung.

Im Dezember 2010 demonstrierte Moineaus Team, dass CRISRP-Cas9 präzise Schnitte oberhalb der PAM-Sequenz durchführt und so Doppelstrangbrüche in der DNA erzeugt. Als herausragendes Merkmal des Typ-II-CRISPR-Systems ist Cas9 das einzige Protein, das zum Schneiden benötigt wird, und es arbeitet mit crRNAs zusammen, um die Interferenzfunktion von CRISPR-Cas9 zu vermitteln[11].

Im Jahr 2011 sequenzierte Charpentiers Forschungsgruppe kleine RNAs in Streptococcus pyogenes und fand heraus, dass es neben crRNA noch eine weitere kleine RNA namens tracrRNA gab. Die tracrRNA ergänzt die Wiederholungssequenz in der crRNA um 24 Nukleotide, um einen Doppelstrang zu bilden, der Cas9 zur Ziel-DNA führt. An diesem Punkt ist das Puzzle des natürlichen CRISPR-Cas9-Interferenzmechanismus im Wesentlichen vollständig [12].

Die Entstehung der CRISPR-CAS-Technologie zur Genbearbeitung Im Jahr 2012 arbeiteten Charpentier und Doudnas Team zusammen und konnten nicht nur beweisen, dass Cas9 die Fähigkeit besitzt, doppelsträngige DNA zu schneiden, sondern auch, tracrRNA und crRNA zu sgRNA (Single Guide RNA) zu verknüpfen. In In-vitro-Experimenten wurde zudem bestätigt, dass sgRNA das Cas9-Protein auch dazu führen kann, den Schnitt doppelsträngiger DNA abzuschließen. Sie können die Zielstelle von Cas9 steuern, indem sie die Sequenz der crRNA verändern[13]. Das Team von Siksnys berichtete anschließend über dieselben Ergebnisse. Diese Entdeckung ist nicht nur ein Meilenstein auf dem Gebiet des bakteriellen erworbenen Immunsystems, sondern eröffnet auch ein neues Kapitel in der CRISPR-CAS-Gen-Editierungstechnologie. Bald darauf erschienen Anfang 2013 mehrere Arbeiten über die erfolgreiche Anwendung des CRISPR-Cas-Systems auf Säugetierzellen. Unter anderem entwickelte die Forschungsgruppe von Church ein CRISPR-Cas-System vom Typ II, das durch die Entwicklung von sgRNA erfolgreich auf spezifische Sequenzen in menschlichen 293T-Zellen, K562-Zellen und induzierten pluripotenten Stammzellen abzielte, wobei mehrere gRNAs eine mehrfache Bearbeitung des Zielgens ermöglichen konnten[14]. Das Labor von Zhang Feng zeigte, dass das CRISPR-Cas9-System präzise ortsspezifische Schnitte in menschlichen und Mauszellen durchführen kann, und mutierte Cas9 zu einer Nickase, wodurch der Prozess der Homologiereparatur gefördert wird[15]. Qis Forschungsgruppe etablierte das CRISPRi-System und erreichte eine gleichzeitige ortsgerichtete Mutagenese mehrerer Gene (Tet1, Tet2, Tet3, Sry und Uty) unter Verwendung mehrerer sgRNAs[16]. Wu et al. nutzten das CRISPR-Cas9-System, um eine Gentherapie an Mäusen mit einer dominanten Crygc-Mutation durchzuführen und erhielten gesunde Nachkommen, was eine Grundlage für die Verwendung des CRISPR-Cas9-Systems zur Gentherapie genetisch bedingter Erkrankungen schuf[17].

Infolgedessen hat die Forschung und Anwendung des CRISPR-Systems in den Bereichen der Genstellenbearbeitung, des Genom-Screenings, der Regulierung der Gentranskription, der Genombildgebung, der Gendiagnose und -behandlung sowie der ökologischen Anwendungen bei einer Vielzahl von Organismen explosionsartig zugenommen. In den folgenden Jahren baute das Labor von Zhang Feng das CRISPR-CAS-Gen-Editing-System weiter aus und entdeckte nicht nur das CRISPR-Cas-System mit großen Vorteilen in Bezug auf Spezifität und Multi-Gen-Editierung: CRISPR-Cpf1[18], sondern auch die CRISPR-Enzyme Cas13a (C2c2)[19] und Cas13b[20] mit RNase-Funktion. Im Jahr 2017 untersuchten mehrere Artikel den Wirkungsmechanismus des CRISPR-Cas13-Systems, seine Anwendung in der klinischen Diagnostik und seine Fähigkeit, RNA in Säugetierzellen anzuvisieren.

1. Anwendung der CRISPR-Gen-Editierungstechnologie Dank ihrer rasanten Entwicklung sorgt die CRISPR-Technologie immer wieder für Überraschungen in den Bereichen der translationalen Medizin und der Krankheitsbehandlung. Im Jahr 2015 veröffentlichte das Magazin Science eine Methode zur erfolgreichen Verwendung von CRISPR zur Behandlung genetisch bedingter Erkrankungen an Tiermodellen. Sie verwendeten das CRISPR-System, um das Dystrophin-Gen zu bearbeiten, wodurch die Muskelfunktion von Mäusen mit Duchenne-Muskeldystrophie in unterschiedlichem Ausmaß wiederhergestellt werden konnte, wodurch der Effekt der Behandlung von DMD erzielt wurde[21]. Im Jahr 2018 bestätigte eine Studie, dass mithilfe der CRISPR-Technologie vier Hunde mit DMD (Muskeldystrophie Duchenne) erfolgreich behandelt werden konnten. Dabei wurde das Dystrophin-Protein in ihrem Muskel- und Herzgewebe auf 92 % des Normalwerts wiederhergestellt[22]. Darüber hinaus wurde die CRISPR-Technologie mit der Zellimmuntherapie kombiniert, um die CAR-T-Therapie zu verbessern und die Tumorunterdrückung bei Mäusen zu verstärken. Die erste klinische Studie mit CRISPR-Cas9 zum Ausschalten des PD-1-Gens in T-Zellen wurde für die Behandlung von muskelinvasivem Blasenkrebs, kastrationsresistentem Prostatakrebs, metastasiertem Nierenkrebs und metastasiertem nicht-kleinzelligem Lungenkrebs genehmigt, und die klinischen Studien der Phase I begannen im Jahr 2016 [23].
2. Andere Anwendungen von CRISPR: Derzeit wird CRISPR nicht nur zur Genomeditierung eingesetzt, sondern zeigt auch großes Potenzial bei genetischen Tests. In einer 2017 in Science veröffentlichten Studie entdeckte Doudnas Team ein interessantes Phänomen: Wenn das CRISPR-System die anvisierte doppelsträngige DNA schneidet, wird die DNA-Enzymaktivität von Cas12 aktiviert [24]. Diese Entdeckung bietet eine neue Idee zum Nachweis, ob eine Zelle eine bestimmte Ziel-DNA enthält: Das auf die DNA gerichtete CRISPR-Cas12a-System und ein unspezifisches ssDNA-Fluoreszenz-Reportergen (FQ-markierter Reporter) werden gleichzeitig in die Zelle eingebracht. Sobald die Ziel-DNA erkannt wird, wird das CRISPR-Cas12a-System aktiviert und gleichzeitig das fluoreszierende Reportergen abgebaut, wodurch ein Fluoreszenzsignal freigesetzt wird. Mithilfe dieser Technologie entwickelte Doudnas Team das DETECTR-System, das eine HPV-16-Infektion innerhalb einer Stunde mit 100-prozentiger Genauigkeit erkennen kann, und zwar zu Kosten von weniger als einem Dollar pro Test. Gleichzeitig verwendete das Team von Zhang Feng CRISPR-Cas13a auch zur Entwicklung des SHERLOCK-Systems und des SHERLOCKv2-Systems[25]. Anders als in Doudnas Team muss das von Zhang Fengs Team entwickelte fluoreszierende Reportergen spezifisch sein. Genau dieser Vorteil der „Spezifität“ ermöglicht es SHERLOCKv2, mehrere Sequenzen gleichzeitig zu erkennen. Das Team von Zhang Feng entwickelte außerdem eine Teststreifen-Erkennungsmethode, die einem Schwangerschaftsteststäbchen ähnelt. Mit nur einem Teststreifen kann SHERLOCKv2 die Testergebnisse einer Virusinfektion anzeigen und so die Erkennung bequemer gestalten. SHERLOCKv2 spielte in diesem Jahr auch eine Rolle bei der Entwicklung der COVID-19-Erkennungstechnologie.

Obwohl DETECTR und SHERLOCK ihre leistungsstarken Diagnosefunktionen unter Beweis gestellt haben, müssen die Forscher noch viel Arbeit investieren, um die Genauigkeit der Diagnose sicherzustellen, bevor sie in der klinischen Anwendung eingesetzt werden können. Wir sind davon überzeugt, dass diese neuen Diagnoseinstrumente die Diagnosetechnologien der Zukunft grundlegend verändern werden. Insbesondere werden sie eine große Hilfe bei der Diagnose viraler Infektionen in Entwicklungsländern sein, in denen die sanitären Bedingungen relativ schlecht sind und Viren weit verbreitet sind. .

Verweise

1. Doudna JA, Charpentier E. Genom-Editierung. Die neue Grenze der Genomtechnik mit CRISPR-Cas9. Wissenschaft. 28. November 2014;346(6213):1258096. doi: 10.1126/science.1258096. PMID: 25430774.．

2. Ishino Y, Shinagawa H, Makino K, Amemura M, Nakata A. Nukleotidsequenz des iap-Gens, das für die Umwandlung des alkalischen Phosphatase-Isozyms in Escherichia coli verantwortlich ist, und Identifizierung des Genprodukts. J Bacteriol. 1987 Dez;169(12):5429-33. doi: 10.1128/jb.169.12.5429-5433.1987. PMID: 3316184; PMCID: PMC213968.

3. Lander ES. Die Helden von CRISPR. Zelle. 14. Januar 2016;164(1-2):18-28. doi: 10.1016/j.cell.2015.12.041. PMID: 26771483.

4. Mojica FJ, Díez-Villaseñor C, Soria E, Juez G. Biologische Bedeutung einer Familie regelmäßig verteilter Wiederholungen in den Genomen von Archaeen, Bakterien und Mitochondrien. Molekulare Mikrobiol. 2000 Apr;36(1):244-6. doi: 10.1046/j.1365-2958.2000.01838.x. PMID: 10760181.

5. Jansen R, Embden JD, Gaastra W, Schouls LM. Identifizierung von Genen, die mit DNA-Wiederholungen in Prokaryoten assoziiert sind. Molekulare Mikrobiol. 2002 März;43(6):1565-75. doi: 10.1046/j.1365-2958.2002.02839.x. PMID: 11952905.

6. Mojica FJ, Díez-Villaseñor C, García-Martínez J, Soria E. Dazwischenliegende Sequenzen regelmäßig verteilter prokaryotischer Wiederholungen stammen von fremden genetischen Elementen. J Mol Evol. 2005 Feb;60(2):174-82. doi: 10.1007/s00239-004-0046-3. PMID: 15791728.

7. Pourcel C, Salvignol G, Vergnaud G. CRISPR-Elemente in Yersinia pestis erwerben neue Wiederholungen durch bevorzugte Aufnahme von Bakteriophagen-DNA und bieten zusätzliche Werkzeuge für Evolutionsstudien. Mikrobiologie. 2005 März;151(Teil 3):653-663. doi: 10.1099/mic.0.27437-0. PMID: 15758212.

POURCEL C, SALVIGNOL G, VERGNAUD G. CRISPR-Elemente in Yersinia pestis erwerben neue Wiederholungen durch bevorzugte Aufnahme von Bakteriophagen-DNA und bieten zusätzliche Werkzeuge für Evolutionsstudien[J]. Mikrobiologie, 2005, 15l(3): 653-663.

8. Barrangou R, Fremaux C, Deveau H, Richards M, Boyaval P, Moineau S, Romero DA, Horvath P. CRISPR sorgt für erworbene Resistenz gegen Viren in Prokaryoten. Wissenschaft. 23. März 2007;315(5819):1709-12. doi: 10.1126/science.1138140. PMID: 17379808.

9. Marraffini LA, Sontheimer EJ. CRISPR-Interferenz begrenzt den horizontalen Gentransfer bei Staphylokokken, indem sie auf die DNA abzielt. Wissenschaft. 19. Dezember 2008;322(5909):1843-5. doi: 10.1126/science.1165771. PMID: 19095942; PMCID: PMC2695655.

10. Abbott A. Der stille Revolutionär: Wie die Mitentdeckung von CRISPR das Leben von Emmanuelle Charpentier explosionsartig veränderte. Natur. 28. April 2016;532(7600):432-4. doi: 10.1038/532432a. PMID: 27121823.

11. Garneau JE, Dupuis MÈ, Villion M, Romero DA, Barrangou R, Boyaval P, Fremaux C, Horvath P, Magadán AH, Moineau S. Das bakterielle Immunsystem CRISPR/Cas spaltet Bakteriophagen- und Plasmid-DNA. Natur. 4. November 2010;468(7320):67-71. doi: 10.1038/nature09523. PMID: 21048762.

12. Deltcheva E, Chylinski K, Sharma CM, Gonzales K, Chao Y, Pirzada ZA, Eckert MR, Vogel J, Charpentier E. CRISPR-RNA-Reifung durch transkodierte kleine RNA und Wirtsfaktor RNase III. Natur. 2011 Mar 31;471(7340):602-7. doi: 10.1038/nature09886. PMID: 21455174; PMCID: PMC3070239.

13. Jinek M, Chylinski K, Fonfara I, Hauer M, Doudna JA, Charpentier E. Eine programmierbare duale RNA-gesteuerte DNA-Endonuklease in der adaptiven bakteriellen Immunität. Wissenschaft. 17. August 2012;337(6096):816-21. doi: 10.1126/science.1225829. Epub 2012 Jun 28. PMID: 22745249; PMCID: PMC6286148.

14. Cong L, Ran FA, Cox D, Lin S, Barretto R, Habib N, Hsu PD, Wu X, Jiang W, Marraffini LA, Zhang F. Multiplex-Genomtechnik mit CRISPR/Cas-Systemen. Wissenschaft. 15. Februar 2013;339(6121):819-23. doi: 10.1126/science.1231143. Epub 2013 Jan 3. PMID: 23287718; PMCID: PMC3795411.

15. Mali P, Yang L, Esvelt KM, Aach J, Guell M, DiCarlo JE, Norville JE, Kirchen-GM. RNA-gesteuerte menschliche Genomtechnik über Cas9. Wissenschaft. 15. Februar 2013;339(6121):823-6. doi: 10.1126/science.1232033. Epub 2013 Jan 3. PMID: 23287722; PMCID: PMC3712628.

16. Pennisi E. Der CRISPR-Trend. Wissenschaft. 23. August 2013;341(6148):833-6. doi: 10.1126/science.341.6148.833. PMID: 23970676.

17. Wu Y, Liang D, Wang Y, Bai M, Tang W, Bao S, Yan Z, Li D, Li J. Korrektur einer genetischen Erkrankung bei Mäusen durch Verwendung von CRISPR-Cas9. Zellstammzelle. 5. Dezember 2013;13(6):659-62. doi: 10.1016/j.stem.2013.10.016. PMID: 24315440.

18. Zetsche B, Gootenberg JS, Abudayyeh OO, Slaymaker IM, Makarova KS, Essletzbichler P, Volz SE, Joung J, van der Oost J, Regev A, Koonin EV, Zhang F. Cpf1 ist eine einzelne RNA-gesteuerte Endonuklease eines Klasse-2-CRISPR-Cas-Systems. Zelle. 22. Oktober 2015;163(3):759-71. doi: 10.1016/j.cell.2015.09.038. Epub 2015 Sep 25. PMID: 26422227; PMCID: PMC4638220.

19. Gootenberg JS, Abudayyeh OO, Kellner MJ, Joung J, Collins JJ, Zhang F. Multiplex- und tragbare Nukleinsäure-Erkennungsplattform mit Cas13, Cas12a und Csm6. Wissenschaft. 2018 Apr 27;360(6387):439-444. doi: 10.1126/science.aaq0179. Epub 2018 Feb 15. PMID: 29449508; PMCID: PMC5961727.

20. Cox DBT, Gootenberg JS, Abudayyeh OO, Franklin B, Kellner MJ, Joung J, Zhang F. RNA-Editierung mit CRISPR-Cas13. Wissenschaft. 24. November 2017;358(6366):1019-1027. doi: 10.1126/science.aaq0180. Epub 2017 Okt 25. PMID: 29070703; PMCID: PMC5793859.

21. Long C, Amoasii L, Mireault AA, McAnally JR, Li H, Sanchez-Ortiz E, Bhattacharyya S, Shelton JM, Bassel-Duby R, Olson EN. Durch postnatale Genomeditierung wird die Dystrophinexpression in einem Mausmodell der Muskeldystrophie teilweise wiederhergestellt. Wissenschaft. 22. Januar 2016;351(6271):400-3. doi: 10.1126/science.aad5725. Epub 2015 Dez 31. PMID: 26721683; PMCID: PMC4760628.

22. Ridler C. CRISPR-Therapie zeigt vielversprechende Ergebnisse bei der Muskeldystrophie Duchenne. Nat Rev Neurol. 2018 Nov;14(11):632-633. doi: 10.1038/s41582-018-0078-8. PMID: 30237553.

23. Burr ML, Sparbier CE, Chan YC, Williamson JC, Woods K, Beavis PA, Lam EYN, Henderson MA, Bell CC, Stolzenburg S, Gilan O, Bloor S, Noori T, Morgens DW, Bassik MC, Neeson PJ, Behren A, Darcy PK, Dawson SJ, Voskoboinik I, Trapani JA, Cebon J, Lehner PJ, Dawson MA. CMTM6 erhält die Expression von PD-L1 aufrecht und reguliert die Antitumorimmunität. Natur. 2017 Sep 7;549(7670):101-105. doi: 10.1038/nature23643. Epub 2017 Aug 16. PMID: 28813417; PMCID: PMC5706633.

24. Chen JS, Ma E, Harrington LB, Da Costa M, Tian 15. Februar 2018. PMID: 29449511; PMCID: PMC6628903.

25. Gootenberg JS, Abudayyeh OO, Lee JW, Essletzbichler P, Dy AJ, Joung J, Verdine V, Donghia N, Daringer NM, Freije CA, Myhrvold C, Bhattacharyya RP, Livny J, Regev A, Koonin EV, Hung DT, Sabeti PC, Collins JJ, Zhang F. Nukleinsäurenachweis mit CRISPR-Cas13a/C2c2. Wissenschaft. 28. April 2017;356(6336):438-442. doi: 10.1126/science.aam9321. Epub 2017 Apr 13. PMID: 28408723; PMCID: PMC5526198.